🔬 Microbiología, parasitología y micología

1. ¿Qué hallazgo microscópico indica que una muestra de esputo procede en realidad de saliva?

1. Abundantes células epiteliales escamosas con escasos leucocitos polimorfonucleares
2. Abundantes leucocitos polimorfonucleares con escasas células epiteliales escamosas
3. Presencia de macrófagos alveolares junto con bacterias intracelulares evidentes
4. Presencia de bacilos gramnegativos en cantidad moderada dentro de los leucocitos

El criterio de aceptabilidad se basa en la proporción entre células escamosas y leucocitos: muchas escamosas indican contaminación con secreción de la vía superior y la muestra debe rechazarse con petición de otra. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre recolección y transporte de muestras microbiológicas.

2. ¿Qué factor influye más en la sensibilidad de un hemocultivo en el paciente adulto?

1. El intervalo exacto de minutos entre las dos extracciones realizadas
2. La marca comercial del medio de cultivo empleado por el laboratorio
3. El volumen de sangre inoculado en cada frasco del conjunto extraído
4. La temperatura ambiental del área donde se realiza la venopunción

El volumen de sangre es la variable con mayor efecto sobre la recuperación de microorganismos, seguida del número de conjuntos y de la antisepsia de la piel. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre hemocultivos.

3. ¿Por qué la antisepsia cuidadosa de la piel es crítica antes de un hemocultivo?

1. Porque la flora cutánea puede crecer y confundirse con un aislamiento significativo
2. Porque la piel contiene sustancias que inhiben el crecimiento en el medio de cultivo
3. Porque la antisepsia mejora el retorno venoso y facilita la extracción del volumen
4. Porque el antiséptico se incorpora al frasco y actúa como conservante del medio

La contaminación por flora cutánea es la principal causa de hemocultivos falsamente positivos, con consecuencias asistenciales y de costo. La técnica antiséptica y el tiempo de secado forman parte del procedimiento. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre hemocultivos.

4. Una muestra para cultivo de anaerobios llega en hisopo seco y sin medio de transporte. ¿Cuál es la conducta correcta?

1. Conservarla en refrigeración hasta que llegue una segunda muestra bien recogida
2. Procesarla igualmente y advertir en el informe de la posible pérdida de anaerobios
3. Sembrarla solo en medios aerobios y omitir cualquier comentario en el informe
4. Rechazarla, documentar el motivo y explicar el requisito de transporte anaerobio

Los anaerobios estrictos mueren con rapidez ante el oxígeno; una muestra sin sistema de transporte adecuado no permite descartar su presencia y debe rechazarse con explicación al servicio solicitante. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre recolección y transporte.

5. ¿Por qué un hisopo de herida superficial tiene valor limitado?

1. Porque el material del hisopo inhibe siempre el crecimiento de cualquier bacteria
2. Porque recoge sobre todo flora colonizante de la superficie y no del tejido profundo
3. Porque el volumen recogido resulta insuficiente para realizar una tinción de Gram
4. Porque las heridas superficiales nunca contienen microorganismos significativos

La muestra de elección en infección profunda es el tejido o el aspirado; el hisopo superficial recupera colonizantes y dificulta la interpretación. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre recolección de muestras de herida.

6. ¿Cuál es el orden correcto de los reactivos en la tinción de Gram?

1. Lugol, cristal violeta, colorante de contraste y decolorante
2. Cristal violeta, lugol, decolorante y colorante de contraste
3. Decolorante, cristal violeta, lugol y colorante de contraste
4. Colorante de contraste, lugol, cristal violeta y decolorante

El cristal violeta tiñe todas las células, el lugol actúa como mordiente formando el complejo, el decolorante retira ese complejo de las paredes finas y la safranina tiñe lo decolorado. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre tinciones microbiológicas.

7. ¿Qué ocurre si se prolonga en exceso el paso de decoloración en la tinción de Gram?

1. Los grampositivos pueden aparecer como gramnegativos y la lectura se falsea
2. Los gramnegativos aparecen como grampositivos por retención del cristal violeta
3. La preparación pierde por completo todas las células adheridas al portaobjetos
4. Los bacilos se transforman en cocos por retracción de la pared celular teñida

El exceso de decoloración retira el complejo también de las paredes gruesas y produce grampositivos falsamente gramnegativos; el control de tinción con cepas conocidas detecta el problema. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre tinciones y control de calidad.

8. ¿Qué diferencia estructural explica el comportamiento en la tinción de Gram?

1. El tamaño del ribosoma bacteriano y su afinidad por los colorantes básicos
2. El grosor de la capa de peptidoglucano y la presencia de membrana externa
3. La presencia o ausencia de flagelos en la superficie de la célula bacteriana
4. La capacidad de formar esporas resistentes al calor y a los desinfectantes

La pared gruesa de peptidoglucano retiene el complejo cristal violeta-yodo, mientras la pared fina con membrana externa lo pierde durante la decoloración. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

9. ¿Por qué debe procesarse un control de tinción con cada lote de reactivos de Gram?

1. Para calibrar el microscopio antes de iniciar la lectura de las preparaciones
2. Para determinar el tiempo exacto de decoloración que requiere cada muestra clínica recibida
3. Para comprobar la esterilidad de los reactivos empleados en la tinción de cada jornada de trabajo
4. Para verificar que los reactivos siguen diferenciando correctamente ambos tipos de pared

El control con una cepa grampositiva y otra gramnegativa conocidas verifica el desempeño de los reactivos; es un requisito documentado del control de calidad microbiológico. Fuente: requisitos de CLIA y documentos de consenso CLSI.

10. La tinción de Gram muestra cocos grampositivos en cadenas pero el cultivo no crece a las 24 horas. ¿Qué hipótesis debe explorarse?

1. Tratamiento antimicrobiano previo o exigencias de crecimiento no cubiertas por los medios
2. Un error de lectura del Gram, ya que los cocos dispuestos en cadenas siempre crecen en 24 horas
3. Una contaminación del portaobjetos usado, que explicaría cualquier discordancia observada
4. Una temperatura de incubación demasiado baja, que impediría el crecimiento de todo cultivo

La discordancia entre Gram y cultivo es una alerta que obliga a revisar el tratamiento previo, la idoneidad de los medios y la atmósfera, y a prolongar la incubación si procede. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre correlación entre tinción y cultivo.

11. ¿Qué distingue un medio selectivo de uno diferencial?

1. El selectivo contiene sangre y el diferencial contiene siempre antibióticos en su fórmula
2. El selectivo permite distinguir colonias por color y el diferencial inhibe la flora acompañante
3. El selectivo se usa solo para anaerobios y el diferencial solo para microorganismos aerobios
4. El selectivo inhibe parte de la flora y el diferencial permite distinguirla por su aspecto

La selectividad procede de agentes inhibidores y la diferenciación de indicadores que revelan una propiedad metabólica; un mismo medio puede reunir ambas características. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

12. ¿Qué propiedad convierte al agar MacConkey en un medio a la vez selectivo y diferencial?

1. Inhibe gramnegativos con cristal violeta y distingue la producción de indol
2. Inhibe grampositivos con sales biliares y distingue la fermentación de lactosa
3. Favorece a los anaerobios estrictos y distingue la producción de catalasa
4. Enriquece a los microorganismos exigentes y distingue la actividad de la oxidasa

Las sales biliares y el cristal violeta inhiben los grampositivos, mientras la lactosa y el indicador de pH separan a los fermentadores de los no fermentadores. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos de consenso CLSI.

13. ¿Por qué el agar chocolate permite el crecimiento de microorganismos exigentes que no crecen en agar sangre?

1. Porque el calentamiento libera factores intracelulares del eritrocito al medio
2. Porque el calentamiento esteriliza el medio y elimina la flora competidora
3. Porque el chocolate añade azúcares que sirven de fuente de carbono adicional
4. Porque el calentamiento reduce el pH del medio y favorece a los exigentes

Al calentar la sangre se lisan los eritrocitos y quedan disponibles factores que algunos microorganismos no pueden obtener del agar sangre intacto. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

14. ¿Qué control de calidad exige cada lote nuevo de medios de cultivo preparados?

1. Comprobación del peso de cada placa y del volumen de agar dispensado
2. Comprobación exclusiva del pH del medio antes de su distribución al área de trabajo
3. Comprobación de esterilidad y de crecimiento con cepas de referencia conocidas
4. Comprobación de la fecha de caducidad impresa por el fabricante en cada lote del medio

El control de medios incluye esterilidad, aspecto, pH cuando procede y desempeño frente a cepas de referencia que deben crecer o quedar inhibidas según el diseño del medio. Fuente: requisitos de CLIA y documentos de consenso CLSI sobre control de calidad microbiológico.

15. ¿Qué atmósfera requiere el cultivo de microorganismos capnófilos?

1. Una atmósfera de oxígeno puro a presión ligeramente superior a la ambiental
2. Una atmósfera anaerobia estricta sin ninguna traza de oxígeno residual
3. Una atmósfera enriquecida con dióxido de carbono en proporción controlada
4. Una atmósfera de nitrógeno con humedad relativa cercana a la saturación

Los capnófilos requieren dióxido de carbono adicional, que se consigue con incubadora, jarra con generador o bolsa. La anaerobiosis estricta corresponde a otro grupo de microorganismos. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

16. Con un asa calibrada de 0,001 mL se siembran 85 colonias en la placa. ¿Cuál es el recuento por mililitro?

1. 850 unidades formadoras de colonia por mililitro, multiplicando las colonias por diez
2. 85 000 unidades formadoras de colonia por mililitro, multiplicando por el inverso del asa
3. 8 500 unidades formadoras de colonia por mililitro, multiplicando las colonias por cien
4. 85 unidades formadoras de colonia por mililitro, tomando las colonias contadas sin factor

El asa de 0,001 mL exige multiplicar por mil: 85 por 1 000 da 85 000 unidades formadoras de colonia por mililitro. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre urocultivo cuantitativo.

17. Con un asa calibrada de 0,01 mL se cuentan 120 colonias. ¿Cuál es el recuento por mililitro?

1. 120 unidades formadoras de colonia por mililitro, sin aplicar factor de conversión
2. 120 000 unidades formadoras de colonia por mililitro, aplicando un factor de mil
3. 1 200 unidades formadoras de colonia por mililitro, aplicando un factor de diez
4. 12 000 unidades formadoras de colonia por mililitro, aplicando el factor cien del asa

El asa de 0,01 mL exige multiplicar por cien: 120 por 100 da 12 000 unidades formadoras de colonia por mililitro. El factor depende del volumen del asa empleada y se declara en el procedimiento. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre urocultivo.

18. Un urocultivo desarrolla tres morfotipos distintos en recuentos bajos. ¿Cómo debe interpretarse?

1. Como probable contaminación durante la recolección, según el criterio escrito del laboratorio
2. Como infección polimicrobiana, que debe informarse con antibiograma de los tres aislamientos
3. Como error del medio de cultivo, que obliga a repetir la siembra con la misma muestra
4. Como resultado no valorable, que impide emitir cualquier informe sobre esa muestra

El crecimiento de varios morfotipos en recuento bajo sugiere contaminación por flora perineal; el laboratorio aplica su criterio escrito, informa la sospecha y solicita nueva muestra bien recogida. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre interpretación del urocultivo.

19. ¿Qué separa la prueba de catalasa dentro de los cocos grampositivos?

1. Separa los cocos que fermentan lactosa de los que no la fermentan en el medio
2. Separa los estreptococos, que son positivos, de los estafilococos, que son negativos
3. Separa los cocos aerobios de los cocos anaerobios estrictos del mismo grupo
4. Separa los estafilococos, que son positivos, de los estreptococos, que son negativos

La catalasa descompone el peróxido de hidrógeno con producción visible de burbujas; es positiva en estafilococos y micrococos, y negativa en estreptococos y enterococos. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

20. ¿Qué prueba distingue de forma clásica a Staphylococcus aureus dentro de su género?

1. La oxidasa, que sería positiva en esa especie y negativa en el resto de las del género
2. La catalasa, que sería positiva solo en esa especie dentro de todo el género estudiado
3. La coagulasa, que es positiva en esa especie y negativa en la mayoría de las demás
4. La ureasa, que es positiva en esa especie y negativa en las demás especies

La coagulasa es el marcador clásico de Staphylococcus aureus; la catalasa es positiva en todo el género y la oxidasa es negativa. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos de consenso CLSI.

21. ¿Qué prueba se emplea de forma clásica para orientar la identificación de Streptococcus pneumoniae?

1. La sensibilidad a bacitracina y la prueba de CAMP sobre agar sangre de carnero
2. La sensibilidad a optoquina y la solubilidad en sales biliares del aislamiento
3. La hidrólisis de esculina en presencia de bilis y el crecimiento en cloruro sódico
4. La producción de indol a partir del triptófano y la reducción de nitratos

El neumococo es sensible a optoquina y soluble en bilis, dos rasgos que lo separan de otros estreptococos alfa hemolíticos. La bacitracina y la prueba de CAMP orientan a otros grupos. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

22. ¿Qué combinación de pruebas orienta hacia Enterococcus frente a otros cocos grampositivos?

1. Sensibilidad a optoquina con solubilidad en bilis y hemólisis de tipo alfa en agar sangre
2. Hidrólisis de esculina con bilis y crecimiento en presencia de cloruro sódico al 6,5 %
3. Coagulasa positiva con fermentación de manitol en medio salado y catalasa positiva
4. Prueba de CAMP positiva con hidrólisis del hipurato y ausencia de crecimiento en sal

La combinación de esculina con bilis y tolerancia a la sal es el patrón clásico del género Enterococcus. Las demás combinaciones corresponden a neumococo, estafilococo y estreptococo del grupo B. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

23. ¿Qué indica una prueba de oxidasa positiva en un bacilo gramnegativo?

1. Que fermenta la lactosa con producción de ácido y de gas en el medio de cultivo empleado
2. Que no pertenece a la familia Enterobacterales, cuyos miembros suelen ser negativos
3. Que produce betalactamasa de espectro extendido y exige un informe modificado del panel
4. Que crece únicamente en atmósfera anaerobia estricta sin oxígeno residual

La oxidasa es una prueba de cribado rápida: los Enterobacterales son característicamente negativos, mientras Pseudomonas, Aeromonas, Vibrio y Campylobacter son positivos. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

24. ¿Qué información aporta un medio de hierro con tres azúcares en la identificación de enterobacterias?

1. Producción de indol, movilidad en agar semisólido y actividad de la ureasa
2. Fermentación de azúcares, producción de gas y producción de ácido sulfhídrico
3. Sensibilidad a antimicrobianos y presencia de betalactamasas en el aislamiento
4. Capacidad de crecer en anaerobiosis y de hidrolizar la esculina con bilis

El medio inclinado con tres azúcares informa a la vez de la fermentación en pico y fondo, de la producción de gas y del ennegrecimiento por sulfhídrico. Las demás pruebas se realizan en medios distintos. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

25. ¿Qué microorganismo se sospecha ante un bacilo gramnegativo con ureasa intensamente positiva y movilidad en enjambre sobre agar sangre?

1. Un miembro del género Escherichia, que forma colonias aisladas bien delimitadas
2. Un miembro del género Proteus, cuyo crecimiento invade la superficie de la placa
3. Un miembro del género Pseudomonas, que produce pigmento verde azulado difusible
4. Un miembro del género Salmonella, que produce sulfhídrico sin movilidad aparente

La combinación de ureasa rápida y crecimiento en enjambre es característica del género Proteus, y su expansión sobre la placa puede enmascarar otros aislamientos. Fuente: textos de referencia de microbiología y documentos CLSI.

26. ¿Qué ventaja aporta la espectrometría de masas de tipo MALDI en la identificación bacteriana?

1. Determinación simultánea de la sensibilidad a todos los antimicrobianos disponibles
2. Identificación rápida por perfil proteico comparado con una base de datos validada
3. Sustitución completa del cultivo, ya que puede aplicarse directamente a la muestra
4. Eliminación de la necesidad de control de calidad en el área de microbiología

La técnica compara el perfil de proteínas ribosómicas del aislamiento con una base de datos y entrega identificación en minutos; la sensibilidad sigue requiriendo pruebas específicas y el sistema exige control de calidad. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre identificación microbiana.

27. ¿Por qué el inóculo de una prueba de difusión en disco debe ajustarse a una turbidez definida?

1. Porque un inóculo demasiado denso reduce los halos y puede informar falsa resistencia
2. Porque un inóculo demasiado denso agranda los halos y puede informar falsa sensibilidad
3. Porque la turbidez determina la temperatura óptima de incubación de la placa sembrada
4. Porque el inóculo debe coincidir con el número de discos colocados sobre el agar

El tamaño del halo depende de la densidad del inóculo: un inóculo excesivo reduce los diámetros y puede clasificar como resistente un aislamiento sensible. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre pruebas de susceptibilidad antimicrobiana.

28. ¿Qué efecto tiene un agar de profundidad excesiva en la difusión en disco?

1. Halos más pequeños, porque el antimicrobiano difunde peor en un espesor mayor
2. Halos más grandes, porque el antimicrobiano se concentra en la superficie del agar
3. Ningún efecto, porque la difusión no depende del espesor de la capa de agar
4. Crecimiento nulo del microorganismo, porque el agar grueso impide la oxigenación

El espesor del agar debe mantenerse dentro del intervalo especificado; un agar demasiado grueso reduce los diámetros y uno demasiado fino los aumenta. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre difusión en disco.

29. ¿Qué representa la concentración inhibitoria mínima obtenida por microdilución?

1. La concentración que destruye el noventa y nueve por ciento del inóculo inicial
2. La mayor concentración que el microorganismo tolera sin dejar de multiplicarse
3. La menor concentración que inhibe el crecimiento visible del microorganismo
4. La concentración que el laboratorio recomienda administrar al paciente estudiado

La concentración inhibitoria mínima es un valor de laboratorio que se interpreta con los puntos de corte vigentes; no equivale a una recomendación de dosis, que corresponde al médico. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre pruebas de susceptibilidad.

30. ¿Por qué los puntos de corte deben consultarse en la edición vigente del documento de consenso?

1. Porque los puntos de corte dependen del fabricante del disco y no del microorganismo aislado
2. Porque cada laboratorio puede fijar libremente sus propios puntos de corte en cada año natural
3. Porque se revisan de forma periódica y una tabla vencida puede clasificar mal el aislamiento
4. Porque la edición vigente incluye los precios actualizados de todos los antimicrobianos del panel

Los puntos de corte se actualizan conforme cambian los datos de resistencia y de exposición; informar con una tabla vencida es un defecto de calidad detectable en una inspección. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre susceptibilidad antimicrobiana.

31. ¿Qué detecta la prueba de aproximación de discos conocida como prueba D?

1. Resistencia a la meticilina en estafilococos mediante el uso de un disco de cefoxitina en la placa
2. Producción de betalactamasa de espectro extendido en los bacilos gramnegativos entéricos aislados
3. Resistencia inducible a clindamicina en estafilococos y estreptococos resistentes a eritromicina
4. Tolerancia a la vancomicina en los enterococos que presentan una concentración inhibitoria elevada

El achatamiento del halo de clindamicina junto al disco de eritromicina revela un mecanismo inducible que haría fallar el tratamiento; el informe debe modificarse en consecuencia. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre pruebas de susceptibilidad.

32. ¿Qué implica detectar resistencia a meticilina en un estafilococo?

1. Que la resistencia se limita a la oxacilina y no afecta a ningún otro betalactámico del panel
2. Que el aislamiento seguirá siendo sensible a la mayoría de las cefalosporinas de primera generación
3. Que debe informarse resistencia a todos los betalactámicos salvo los aprobados frente a ese mecanismo
4. Que el aislamiento debe considerarse resistente también a todos los aminoglucósidos disponibles

El mecanismo mediado por una proteína fijadora alterada confiere resistencia a la clase betalactámica en su conjunto, con las excepciones expresamente reconocidas; el informe debe reflejarlo. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre reglas de informe.

33. ¿Qué finalidad tiene procesar cepas de referencia en el antibiograma diario?

1. Comprobar la esterilidad del agar de Mueller-Hinton empleado durante la jornada de trabajo
2. Determinar el punto de corte que debe aplicarse a los aislamientos de ese día
3. Verificar que el sistema entrega resultados dentro de los intervalos esperados publicados
4. Establecer el perfil de resistencia local que después se publicará en el informe acumulado

Las cepas de referencia tienen intervalos de diámetro o de concentración inhibitoria publicados; su resultado diario o semanal valida el desempeño del sistema. Fuente: requisitos de CLIA y documentos de consenso CLSI.

34. ¿Qué es un informe acumulado de sensibilidad y para qué sirve?

1. Un listado de todos los pacientes con aislamientos resistentes durante todo el período estudiado
2. Un resumen periódico de los porcentajes de sensibilidad local que orienta la terapia empírica
3. Un informe individual que acompaña a cada uno de los antibiogramas emitidos por el laboratorio
4. Un documento del fabricante con los intervalos de control de las cepas de referencia empleadas

El informe acumulado se elabora con el primer aislamiento por paciente y período, y sirve para orientar la terapia empírica y vigilar tendencias de resistencia. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre informes acumulados de sensibilidad.

35. ¿Qué principio sustenta la tinción para bacilos ácido alcohol resistentes?

1. La afinidad de la pared por el cristal violeta en ausencia total de mordiente
2. La retención del colorante por una pared rica en lípidos pese al decolorante ácido
3. La emisión de fluorescencia natural de la pared sin necesidad de colorante alguno
4. La precipitación del colorante sobre la cápsula polisacárida del microorganismo

El alto contenido en ácidos micólicos impide la decoloración con alcohol ácido, lo que define el carácter ácido alcohol resistente. La variante fluorescente emplea fluorocromos, no fluorescencia natural. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre tinciones para micobacterias.