🩸 Hematología y coagulación

1. ¿Cuál es el mecanismo por el que el EDTA conserva la muestra para el hemograma?

1. Quela el calcio ionizado e impide que la cascada de coagulación progrese
2. Inactiva la trombina ya formada uniéndose a la antitrombina circulante
3. Precipita el fibrinógeno del plasma antes de que pueda polimerizar
4. Bloquea la agregación plaquetaria inhibiendo la ciclooxigenasa uno

El EDTA es un agente quelante que secuestra el calcio ionizado, cofactor indispensable de varios pasos de la cascada. No actúa sobre la antitrombina (mecanismo de la heparina), no precipita fibrinógeno ni inhibe enzimas plaquetarias. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre tubos de recolección y aditivos.

2. Un tubo con EDTA llega llenado solo hasta un tercio de su volumen nominal. ¿Qué efecto tiene sobre el hemograma?

1. Hemólisis inmediata con hemoglobina falsamente baja y hematocrito elevado
2. Aglutinación de los eritrocitos con recuento eritrocitario falsamente elevado
3. Encogimiento osmótico de los eritrocitos con hematocrito y VCM falsamente bajos
4. Activación plaquetaria con recuento de plaquetas falsamente aumentado

El exceso relativo de EDTA aumenta la osmolalidad del medio, los eritrocitos pierden agua y se encogen: el hematocrito medido y el volumen corpuscular medio bajan de forma artefactual. La hemoglobina, que se mide sobre el lisado, no cambia, de modo que la concentración de hemoglobina corpuscular media sube. Fuente: consenso CLSI sobre llenado de tubos y consensos del ICSH.

3. ¿Por qué el tubo de citrato para pruebas de coagulación debe llenarse hasta la marca?

1. Porque el sensor óptico del coagulómetro exige un volumen mínimo de plasma para poder aspirar la muestra
2. Porque el volumen muerto del tubo altera el pH del plasma durante el transporte
3. Porque un llenado parcial permite la entrada de aire al tubo y oxida de manera irreversible los factores lábiles
4. Porque la razón fija entre citrato y sangre determina el calcio disponible al recalcificar

El citrato actúa por quelación reversible y el ensayo se realiza recalcificando el plasma; si sobra citrato respecto a la sangre, la recalcificación es insuficiente y los tiempos se alargan de forma artefactual. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre recolección para pruebas de coagulación.

4. Un paciente con hematocrito de 68 % tiene tiempos de coagulación prolongados de forma inexplicable y sin clínica hemorrágica. ¿Cuál es la explicación más probable?

1. El exceso de eritrocitos libera inhibidores plaquetarios que retrasan la reacción
2. La poliglobulia consume factores de la vía común y prolonga ambos tiempos
3. La viscosidad elevada impide la mezcla del reactivo y anula la lectura óptica
4. El volumen de plasma es pequeño y el citrato queda en exceso respecto a ese plasma

Con hematocrito muy alto la fracción plasmática del tubo se reduce; como el citrato se dosificó para un hematocrito habitual, sobra anticoagulante en relación con ese plasma y los tiempos se prolongan. La solución es ajustar el volumen de citrato con la fórmula establecida. Fuente: consenso CLSI sobre muestras de coagulación con hematocrito extremo.

5. ¿Cuál es el propósito del orden de extracción de los tubos en la venopunción?

1. Reducir el dolor del paciente empezando por los tubos de menor volumen
2. Evitar que el aditivo de un tubo contamine el siguiente y altere sus resultados
3. Permitir que el suero coagule antes de que se llenen los tubos con anticoagulante
4. Facilitar el etiquetado consecutivo de los tubos por el orden de llegada

El arrastre de aditivos entre tubos es una fuente clásica de error preanalítico: el EDTA que pasa a un tubo de química eleva el potasio y desploma el calcio. El orden establecido minimiza ese arrastre. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre venopunción y orden de tubos.

6. Un tubo de química recibido tras un tubo de EDTA muestra potasio muy elevado y calcio muy bajo en un paciente asintomático. ¿Cuál es la conducta correcta?

1. Sospechar arrastre de EDTA, no informar el resultado y solicitar una nueva muestra
2. Informar el resultado con una nota que advierta de posible variación biológica
3. Repetir la medición en el mismo tubo y promediar los dos valores obtenidos
4. Diluir la muestra uno a dos y multiplicar el resultado por el factor de dilución

La combinación de potasio muy alto con calcio muy bajo es la firma analítica del arrastre de EDTA, porque la sal potásica aporta potasio y el quelante secuestra el calcio. Repetir en el mismo tubo reproduce el error. Fuente: consenso CLSI sobre errores preanalíticos por arrastre de aditivos.

7. ¿Qué diferencia fundamental existe entre suero y plasma como matriz analítica?

1. El plasma se obtiene tras coagulación completa y el suero sin dejar coagular
2. El plasma carece de albúmina porque esta queda atrapada en el coágulo formado
3. El suero contiene anticoagulante residual que interfiere con métodos enzimáticos
4. El suero carece de fibrinógeno y de los factores consumidos durante la coagulación

El suero es el líquido que queda tras la coagulación completa, por lo que ha perdido fibrinógeno y los factores consumidos; el plasma se obtiene de sangre anticoagulada y los conserva. Fuente: documentos de consenso CLSI sobre matrices de muestra.

8. En un paciente con recuento de plaquetas de 45 000 por microlitro informado por el analizador, el frotis muestra abundantes cúmulos plaquetarios. ¿Qué se debe hacer?

1. Centrifugar la muestra original y contar las plaquetas del plasma sobrenadante
2. Informar el recuento del analizador porque el frotis no permite cuantificar plaquetas
3. Repetir el recuento en tubo con citrato y corregir por la dilución del anticoagulante
4. Calentar la muestra a temperatura corporal y volver a pasarla por el analizador

Los agregados plaquetarios dependientes de EDTA producen seudotrombocitopenia: el analizador no cuenta las plaquetas agregadas. La repetición en citrato suele resolverla, aplicando la corrección por la dilución que introduce ese tubo. Fuente: consensos del ICSH sobre recuento de plaquetas y seudotrombocitopenia.

9. ¿Qué anticoagulante se prefiere para la prueba de velocidad de sedimentación globular por el método clásico?

1. EDTA tripotásico líquido, el mismo del hemograma automatizado
2. Heparina de litio, porque no modifica la morfología de los eritrocitos
3. Citrato de sodio en la proporción específica establecida para esa prueba
4. Oxalato de amonio y potasio en mezcla equilibrada

El método clásico de sedimentación emplea citrato de sodio en una proporción propia, distinta de la usada en coagulación. Existen variantes con EDTA y dilución, pero el método de referencia se define con citrato. Fuente: consensos del ICSH sobre medición de la velocidad de sedimentación.

10. ¿Cuál es la razón de mezclar el tubo por inversión suave y no agitarlo con fuerza?

1. La inversión distribuye el gel separador de forma uniforme sobre la pared del tubo
2. La inversión suave permite que el aditivo se deposite poco a poco en el fondo del tubo
3. La agitación fuerte activa el complemento del suero y falsea las pruebas serológicas
4. La agitación vigorosa produce hemólisis mecánica y altera múltiples analitos

La agitación enérgica rompe eritrocitos y libera potasio, lactato deshidrogenasa y hemoglobina libre, además de interferir ópticamente. La mezcla correcta es por inversión completa y suave el número de veces indicado por el fabricante del tubo. Fuente: consenso CLSI sobre manejo de muestras y guías del inserto del fabricante.

11. ¿Cuál es el estímulo fisiológico principal de la producción de eritropoyetina?

1. La caída del recuento plaquetario detectada por el bazo
2. El aumento del hierro sérico circulante detectado por el hígado
3. La disminución de la presión de oxígeno detectada por el riñón
4. El incremento de la bilirrubina indirecta en la circulación portal

La eritropoyetina se produce mayoritariamente en el riñón en respuesta a la hipoxia tisular, mediada por factores inducibles por hipoxia. El hierro, las plaquetas y la bilirrubina no son el estímulo de su síntesis. Fuente: consensos del ICSH y textos de referencia de hematología de laboratorio.

12. ¿Qué caracteriza morfológicamente al eritrocito maduro frente a su precursor inmediato?

1. Ha perdido el núcleo y conserva restos de ARN detectables con tinción supravital
2. Ha perdido el núcleo y también todo el ARN residual del citoplasma celular
3. Conserva un núcleo picnótico central y ha perdido las mitocondrias
4. Conserva mitocondrias activas y ha perdido la capacidad de fijar oxígeno

El precursor inmediato es el reticulocito, que ya carece de núcleo pero conserva ARN ribosómico precipitable con azul de cresilo brillante o azul de metileno nuevo; el eritrocito maduro ya no tiene ese ARN. Fuente: consensos del ICSH sobre recuento de reticulocitos.

13. ¿Qué información aporta la tinción supravital con azul de cresilo brillante que no da la tinción de Wright?

1. Tiñe los gránulos primarios de los neutrófilos y permite clasificar los blastos por su granulación
2. Precipita el ARN residual y hace visibles los reticulocitos y los cuerpos de Heinz
3. Diferencia la hemoglobina fetal de la del adulto por su afinidad tintorial
4. Marca los depósitos de hierro medular y permite cuantificar los sideroblastos anillados del aspirado

La tinción supravital actúa sobre células vivas y precipita material que la tinción de Romanowsky no revela: ARN reticulocitario y hemoglobina desnaturalizada de los cuerpos de Heinz. El hierro medular requiere azul de Prusia. Fuente: consensos del ICSH sobre reticulocitos y tinciones supravitales.

14. ¿Qué explica que la hemoglobina fetal tenga mayor afinidad por el oxígeno que la del adulto?

1. Su grupo hemo está unido de forma covalente a la globina circundante
2. Sus cadenas gamma contienen dos átomos de hierro adicionales por tetrámero
3. Sus cadenas gamma fijan peor el difosfoglicerato que las cadenas beta
4. Su estructura cuaternaria carece por completo de cooperatividad alostérica

El dos tres difosfoglicerato estabiliza la forma desoxigenada uniéndose a la cavidad central; las cadenas gamma lo fijan con menos eficacia, de modo que la curva se desplaza a la izquierda. El contenido de hierro y la unión del hemo son iguales. Fuente: textos de referencia de hematología y consensos del ICSH sobre hemoglobinas.

15. ¿Cuál es el destino del hierro liberado por la destrucción fisiológica de los eritrocitos?

1. Es almacenado de forma irreversible en el tejido óseo y no vuelve a la circulación
2. Es excretado de forma íntegra por el riñón en forma de complejos con la transferrina
3. Es eliminado por la bilis después de conjugarse con ácido glucurónico en el hígado
4. Es recuperado por los macrófagos y reutilizado en gran parte para nueva síntesis

El sistema mononuclear fagocítico recupera el hierro del hemo y lo devuelve a la circulación unido a transferrina o lo almacena como ferritina; el organismo carece de una vía de excreción regulada del hierro. La bilirrubina, no el hierro, se conjuga y se excreta por la bilis. Fuente: textos de referencia de bioquímica clínica y consensos del ICSH.

16. Con un hematocrito de 36 % y un recuento de eritrocitos de 4,0 millones por microlitro, ¿cuál es el volumen corpuscular medio?

1. 90 fL, aplicando el hematocrito por diez dividido entre el recuento
2. 72 fL, aplicando el hematocrito por ocho dividido entre el recuento
3. 144 fL, aplicando el hematocrito por dieciséis dividido entre el recuento
4. 45 fL, aplicando el hematocrito por cinco dividido entre el recuento

El volumen corpuscular medio es el hematocrito en por ciento multiplicado por diez y dividido entre el recuento en millones por microlitro: 36 por 10 entre 4,0 da 90 femtolitros. Los demás factores no corresponden a la definición del índice. Fuente: consensos del ICSH sobre índices eritrocitarios.

17. Con hemoglobina de 12,0 g/dL y recuento de eritrocitos de 4,0 millones por microlitro, ¿cuál es la hemoglobina corpuscular media?

1. 48 pg, multiplicando la hemoglobina por dieciséis y dividiendo entre el recuento
2. 24 pg, multiplicando la hemoglobina por ocho y dividiendo entre el recuento
3. 33 pg, multiplicando la hemoglobina por cien y dividiendo entre el hematocrito
4. 30 pg, multiplicando la hemoglobina por diez y dividiendo entre el recuento

La hemoglobina corpuscular media se obtiene multiplicando la hemoglobina en gramos por decilitro por diez y dividiendo entre el recuento en millones por microlitro: 120 entre 4,0 da 30 picogramos. La fórmula con hematocrito corresponde a otro índice. Fuente: consensos del ICSH sobre índices eritrocitarios.

18. Con hemoglobina de 9,0 g/dL y hematocrito de 27 %, ¿cuál es la concentración de hemoglobina corpuscular media?

1. 33,3 g/dL, multiplicando la hemoglobina por cien y dividiendo entre el hematocrito
2. 24,3 g/dL, multiplicando el hematocrito por noventa y dividiendo el producto entre cien
3. 30,0 g/dL, multiplicando la hemoglobina por diez y dividiendo entre el recuento eritrocitario
4. 36,0 g/dL, sumando la hemoglobina y el hematocrito y dividiendo entre uno

La concentración de hemoglobina corpuscular media es la hemoglobina por cien dividida entre el hematocrito: 900 entre 27 da 33,3 gramos por decilitro. Es el único índice que no usa el recuento eritrocitario. Fuente: consensos del ICSH sobre índices eritrocitarios.

19. Un paciente presenta hematocrito de 27 % y recuento eritrocitario de 3,6 millones por microlitro. ¿Cuál es su volumen corpuscular medio?

1. 54 fL, resultado de multiplicar 27 por siete y dividir entre 3,5
2. 97 fL, resultado de multiplicar 27 por trece y dividir entre 3,6
3. 133 fL, resultado de multiplicar 3,6 por diez y dividir entre 0,27
4. 75 fL, resultado de multiplicar 27 por diez y dividir entre 3,6

Aplicando la fórmula del índice, 27 multiplicado por 10 y dividido entre 3,6 da 75 femtolitros. Los distractores emplean factores o divisores que no corresponden a la definición del volumen corpuscular medio. Fuente: consensos del ICSH sobre índices eritrocitarios.

20. Un analizador informa una concentración de hemoglobina corpuscular media de 41 g/dL. ¿Qué debe hacer el tecnólogo médico antes de validar?

1. Buscar hemólisis in vitro, lipemia o crioaglutininas, porque ese valor es improbable
2. Informar el valor sin más, porque el índice se calcula y no se mide directamente
3. Repetir solo la hemoglobina, porque el hematocrito no interviene en ese índice
4. Diluir la muestra uno a diez y volver a medir únicamente el recuento eritrocitario

Una concentración de hemoglobina corpuscular media notablemente por encima del límite de solubilidad de la hemoglobina señala artefacto: hemólisis in vitro que reduce el recuento y el hematocrito sin reducir la hemoglobina, lipemia que eleva la lectura fotométrica, o crioaglutininas que agrupan eritrocitos. Fuente: consenso CLSI sobre revisión de resultados y consensos del ICSH.

21. En una muestra con crioaglutininas potentes mantenida a temperatura ambiente, ¿qué patrón de resultados cabe esperar?

1. Recuento eritrocitario dentro de lo esperado, hematocrito alto y concentración de hemoglobina corpuscular media baja
2. Recuento eritrocitario alto, volumen corpuscular medio bajo y concentración de hemoglobina falsamente reducida en el lisado
3. Recuento eritrocitario bajo, volumen corpuscular medio alto y concentración de hemoglobina corpuscular media alta
4. Recuento plaquetario bajo, hemoglobina alta y volumen corpuscular medio dentro del intervalo esperado por el analizador

Los aglutinados se cuentan como una sola célula grande: el recuento baja, el volumen corpuscular medio sube y, como la hemoglobina no cambia, la concentración de hemoglobina corpuscular media resulta desproporcionadamente alta. Calentar la muestra a temperatura corporal antes de procesarla corrige el artefacto. Fuente: consensos del ICSH sobre interferencias del hemograma.

22. ¿Qué expresa la amplitud de distribución eritrocitaria informada por los analizadores?

1. La dispersión del tamaño de los eritrocitos alrededor de su volumen medio
2. La proporción de eritrocitos con hemoglobina por debajo del umbral fijado
3. La diferencia entre el hematocrito medido y el hematocrito calculado
4. La velocidad con que los eritrocitos atraviesan la apertura de conteo

Es un coeficiente de variación del volumen eritrocitario y traduce numéricamente lo que la morfología llama anisocitosis. No mide contenido de hemoglobina ni velocidad de tránsito. Fuente: consensos del ICSH sobre parámetros derivados del hemograma.

23. Con reticulocitos de 3,0 % y recuento eritrocitario de 2,5 millones por microlitro, ¿cuál es el recuento absoluto de reticulocitos?

1. 120 000 por microlitro, multiplicando el porcentaje por el hematocrito estimado
2. 75 000 por microlitro, multiplicando el porcentaje por el recuento eritrocitario
3. 30 000 por microlitro, dividiendo el recuento eritrocitario entre el porcentaje
4. 250 000 por microlitro, multiplicando el recuento eritrocitario por diez

El recuento absoluto es el porcentaje dividido entre cien multiplicado por el recuento eritrocitario: 0,03 por 2 500 000 da 75 000 por microlitro. El valor absoluto evita el sesgo del porcentaje cuando la masa eritrocitaria está reducida. Fuente: consensos del ICSH sobre recuento de reticulocitos.

24. Un paciente tiene reticulocitos de 6,0 % y hematocrito de 21 %. Usando 45 % como hematocrito de referencia del cálculo, ¿cuál es el porcentaje corregido?

1. 12,9 %, multiplicando el porcentaje por el cociente entre 45 y 21
2. 2,8 %, multiplicando el porcentaje por el cociente entre 21 y 45
3. 1,3 %, dividiendo el porcentaje entre el cociente entre 45 y 21
4. 6,0 %, porque la corrección solo aplica si el hematocrito supera 45 %

La corrección por anemia multiplica el porcentaje observado por el cociente entre el hematocrito del paciente y el hematocrito de referencia utilizado: 6,0 por 21 entre 45 da 2,8 %. El valor de referencia empleado se declara siempre en el procedimiento del laboratorio. Fuente: consensos del ICSH sobre corrección del recuento de reticulocitos.

25. Con un porcentaje de reticulocitos corregido de 2,8 % y un factor de maduración de 2,0 aplicable a ese grado de anemia, ¿cuál es el índice de producción reticulocitaria?

1. 5,6, multiplicando el porcentaje corregido por el factor de maduración
2. 1,4, dividiendo el porcentaje corregido entre el factor de maduración
3. 2,8, porque el factor de maduración solo se aplica en policitemia
4. 0,7, dividiendo el porcentaje corregido entre el doble del factor

El índice de producción divide el porcentaje ya corregido entre el factor de maduración correspondiente al grado de anemia, que refleja la salida precoz de reticulocitos a la sangre: 2,8 entre 2,0 da 1,4. Fuente: consensos del ICSH sobre índices reticulocitarios.

26. ¿Por qué el porcentaje de reticulocitos puede inducir a error en un paciente muy anémico?

1. Porque es una fracción sobre una masa eritrocitaria reducida y exagera la respuesta
2. Porque el reticulocito pierde su ARN residual más rápido cuando el hematocrito es bajo
3. Porque el analizador deja de distinguir reticulocitos si el hematocrito baja de 30 %
4. Porque la tinción supravital no precipita el ARN residual en muestras muy diluidas

Un mismo número absoluto de reticulocitos sobre menos eritrocitos totales da un porcentaje mayor sin que la médula produzca más; por eso se informa el valor absoluto o el porcentaje corregido. Fuente: consensos del ICSH sobre recuento e interpretación de reticulocitos.

27. El analizador informa 20,0 x 10^3 leucocitos por microlitro y el frotis muestra 25 eritroblastos por 100 leucocitos. ¿Cuál es el recuento corregido?

1. 16,0 x 10^3 por microlitro, aplicando el recuento por cien entre cien más 25
2. 25,0 x 10^3 por microlitro, sumando los eritroblastos al recuento informado
3. 15,0 x 10^3 por microlitro, restando los eritroblastos del recuento informado
4. 20,0 x 10^3 por microlitro, porque los eritroblastos no afectan al recuento

El contador incluye los eritroblastos entre los leucocitos porque no lisan igual; la corrección multiplica el recuento por cien y divide entre cien más el número de eritroblastos por cien leucocitos: 20,0 por 100 entre 125 da 16,0. Fuente: consensos del ICSH sobre corrección del recuento leucocitario.

28. Con un recuento de 15,6 x 10^3 leucocitos por microlitro y 30 eritroblastos por 100 leucocitos, ¿cuál es el recuento leucocitario corregido?

1. 12,0 x 10^3 por microlitro, aplicando la fórmula de corrección por eritroblastos
2. 10,9 x 10^3 por microlitro, dividiendo el recuento entre uno más treinta centésimas
3. 20,3 x 10^3 por microlitro, multiplicando el recuento por uno coma tres
4. 15,6 x 10^3 por microlitro, ya que la corrección exige más de 50 eritroblastos

Aplicando la fórmula, 15,6 multiplicado por 100 y dividido entre 130 da 12,0 x 10^3 por microlitro. El umbral a partir del cual se corrige lo fija el procedimiento del laboratorio, no una regla universal. Fuente: consensos del ICSH sobre corrección del recuento leucocitario.

29. Con leucocitos de 8,0 x 10^3 por microlitro y un diferencial de 60 % de segmentados y 5 % de cayados, ¿cuál es el recuento absoluto de neutrófilos?

1. 5 200 por microlitro, sumando ambos porcentajes y aplicándolos al total
2. 4 800 por microlitro, considerando únicamente los neutrófilos segmentados
3. 400 por microlitro, considerando únicamente los neutrófilos en banda
4. 6 500 por microlitro, sumando los porcentajes y multiplicando por diez

El recuento absoluto de neutrófilos incluye segmentados y cayados: 65 % de 8 000 da 5 200 por microlitro. Informar valores absolutos evita la lectura errónea de los porcentajes cuando el total está alterado. Fuente: consensos del ICSH sobre el recuento diferencial.

30. ¿Por qué se informan recuentos absolutos además de porcentajes en el diferencial leucocitario?

1. Porque el porcentaje no puede calcularse cuando el recuento total está elevado
2. Porque un porcentaje alto sobre un total bajo puede representar un número normal
3. Porque los absolutos son los únicos aceptados por los analizadores automáticos
4. Porque los porcentajes solo son válidos en muestras de sangre capilar

El porcentaje es una proporción y depende del denominador; una linfocitosis relativa con leucocitos bajos puede corresponder a un número absoluto normal. Por eso el valor absoluto es el que se interpreta. Fuente: consensos del ICSH sobre presentación del diferencial.

31. ¿Cuál es la zona del frotis de sangre periférica adecuada para el examen morfológico?

1. El extremo grueso inicial, donde la celularidad es máxima y se observan más células
2. La zona donde los eritrocitos se tocan apenas sin superponerse ni deformarse
3. El borde final en pluma, donde las células grandes se concentran de forma natural
4. Cualquier zona, siempre que la tinción de Wright se haya aplicado uniformemente

La zona de lectura es la del frotis donde los eritrocitos apenas se rozan; en la parte gruesa se superponen y se ven falsamente esferocíticos, y en la cola se acumulan células grandes y se deforman los leucocitos. Fuente: consensos del ICSH sobre preparación y examen del frotis.

32. Un frotis muestra numerosos eritrocitos crenados con espículas cortas y regulares y ausencia de otros hallazgos. ¿Qué debe sospecharse primero?

1. Una deficiencia enzimática del eritrocito con precipitación de hemoglobina
2. Una anemia hemolítica autoinmune con destrucción intravascular de eritrocitos
3. Una hemoglobinopatía estructural que altera la membrana del eritrocito
4. Un artefacto por secado lento, exceso de EDTA o pH inadecuado de la tinción

La equinocitosis con espículas cortas, regulares y distribuidas por toda la célula es habitualmente un artefacto de preparación o de anticoagulante; los hallazgos patológicos suelen acompañarse de otros cambios morfológicos. Fuente: consensos del ICSH sobre artefactos del frotis.

33. ¿Qué distingue el rouleaux de la aglutinación eritrocitaria verdadera en el frotis?

1. La aglutinación forma pilas ordenadas de células que desaparecen al calentar la preparación
2. El rouleaux forma cúmulos irregulares de células que persisten tras diluir con solución salina
3. El rouleaux forma pilas lineales de células y se dispersa al diluir con solución salina
4. La aglutinación solo se observa en la zona gruesa del frotis y el rouleaux solo en la cola

El rouleaux se debe a proteínas plasmáticas que reducen la repulsión entre membranas y forma apilamientos regulares que se deshacen al reemplazar el plasma por salina; la aglutinación por anticuerpos forma cúmulos irregulares que persisten. Fuente: consensos del ICSH sobre morfología eritrocitaria.

34. ¿Qué indica la presencia de policromatofilia en un frotis teñido con Wright?

1. Eritrocitos jóvenes con ARN residual que se tiñen de azul grisáceo
2. Eritrocitos con hemoglobina precipitada por desnaturalización oxidativa
3. Eritrocitos con restos nucleares en forma de inclusión redondeada y densa
4. Eritrocitos con exceso de hierro no incorporado al grupo hemo

La policromatofilia corresponde a reticulocitos vistos con tinción de Romanowsky: el ARN residual da tono azulado. Las inclusiones de hemoglobina desnaturalizada requieren tinción supravital y los restos nucleares tienen otra morfología. Fuente: consensos del ICSH sobre nomenclatura morfológica.

35. ¿Qué diferencia hay entre un cuerpo de Howell-Jolly y un punteado basófilo?

1. El primero es hierro no hemínico agregado y el segundo es hemoglobina desnaturalizada y precipitada
2. El primero es una inclusión única de ADN residual y el segundo es ARN ribosómico difuso
3. El primero solo se ve con tinción supravital y el segundo únicamente con tinción de Wright
4. El primero aparece tras la esplenectomía y el segundo solo en recién nacidos por lo demás sanos

El cuerpo de Howell-Jolly es un fragmento nuclear único, redondo y bien delimitado; el punteado basófilo es una granulación fina y difusa de ribosomas agregados. Ambos se ven con tinción de Romanowsky. Fuente: consensos del ICSH sobre nomenclatura de inclusiones eritrocitarias.